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      科學研究試劑

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      • T202-V9.1.pdf

        大?。?/span>
        2020-06-30 23:42:56
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      Exfect 2000 Transfection Reagent

      T202-01/02/03Exfect?2000TransfectionReagent高效、低毒、抗血清轉染試劑特點:·轉染效率高,在多種細胞上均有較高轉染效率·細胞毒性低,對細胞的正常生理狀態損害較小·支持共轉染體系,可同時高效轉染若干種質粒性能展示:圖1.各種試劑轉染細胞后的GFP表達情況使用各種試劑在24孔板中轉染CHOK1、HEK293、NIH3T3和WRL68細胞,轉染24h后分析GFP
      價格:
      1098.0
      市場價
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      貨號:
      T202-01/02/03
      所屬分類
      細胞轉染
      數量:
      -
      +
      庫存:
      89991
      暫時無貨
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      產品詳情
      FAQ
      組分
      說明書

      Exfect®2000 Transfection Reagent

      高效、低毒、抗血清轉染試劑

      轉染效率高,在多種細胞上均有較高轉染效率

      細胞毒性低,對細胞的正常生理狀態損害較小

      支持共轉染體系,可同時高效轉染若干種質粒

      圖1.各種試劑轉染細胞后的GFP表達情況

      使用各種試劑在24 孔板中轉染CHOK1、HEK293、NIH3T3 和WRL68 細胞,轉染24 h 后分析GFP 的表達。在四種細胞系中,Exfect®2000 試劑均比Lipo2000和Lipo3000 試劑具有更高的轉染效率。

      Exfect®2000 是一種基于陽離子脂質體的高效轉染試劑,適用于DNA 的轉染及共轉體系,對大多數真核細胞( 貼壁或懸浮) 具有很高的轉染效率。獨特的結構及配方,使得血清和抗生素的存在不會影響轉染效率,從而減少去除血清對細胞的影響。細胞轉染后,24-48 h 內無需去除核酸-Exfect2000 復合物或更換培養基。

      組分

      T202-01

      T202-02

      T202-03

      ExFect®2000 Transfection Reagent

      0.5 ml

      1 ml

      5 ml

      4-8°C 保存,不可冷凍

      未找到相應參數組,請于后臺屬性模板中添加

      Q1:轉染過程中細胞大量死亡。

      A1:(1) 如果細胞不在說明書標注范圍內,可查閱歷年文獻,根據文獻中選擇的轉染試劑進行選擇(陽離子聚合物/陽離子脂質體)。

      (2) 考慮質?;驇Ф?,用GFP質粒進行陽性對照,確定轉染試劑是否無問題。

      (3) 如果重復數次毒性仍然較大,建議降低DNA與轉染試劑的比例或用量。進行摸索。

      (4) Exfect/DNA復合物轉染時間過長。

      多數情況下,在完全培養基中進行轉染,24 h無需換液處理,但是培養時間過長可能會導致細胞狀態較差,建議根據實驗需要,合理安排后續實驗時間。

      (5) 轉染時細胞密度不合適。

      多數情況下,當細胞匯合度達到70%~80%時轉染可以取得較高的轉染效率。如果是生長非??斓募毎?,如293t,密度可以降低至60%。細胞密度過低導致細胞生長緩慢,細胞對外來試劑變得較為敏感。細胞密度過高,會導致細胞發生接觸抑制,加快細胞凋亡。

      (6) Exfect/DNA過量。

      轉染試劑過量會導致較高的細胞毒性。嘗試降低轉染試劑的使用比例或者減少用量。

      (7) Exfect/DNA復合物加入培養基時分布不均勻。

      局部轉染試劑/DNA復合物濃度過高是導致細胞毒性偏高最常見的原因之一。應在孔中不同位置滴加復核并,并在復合物添加到培養基之后,立即平置培養皿,并前后、左右交替晃動。

      (8) 細胞狀態偏差。

      傳代次數太少或者太多都將導致細胞對轉染試劑毒性敏感度的改變。因此應盡量使用適度傳代的細胞系,降低細胞代數差異對實驗結果造成的影響。

      Q2:轉染效率差,轉不進去。

      A2:(1) Exfect與DNA的比例不優化,DNA用量不合適——通過預實驗測試ExFect與DNA的最佳比例(在1~5 μl/μg DNA范圍內嘗試)及DNA的使用量(以24孔板為例,在0.5~2 μg/孔范圍內嘗試)。在后續的實驗中選擇轉染效率高、細胞毒性低的比例進行轉染。

      (2) 直接將Exfect和DNA原液直接混合后加到培養基中——Exfect和DNA需分別在無血清培養基條件下按一定比例稀釋后再進行混合孵育。         

      (3) 轉染時細胞密度不合適——多數情況下,當細胞匯合度達到70%~80%時轉染可以取得較高的轉染效率。然而細胞類型不同,最適的轉染密度也不盡相同??梢酝ㄟ^預實驗尋找較優化的轉染密度,并在后續實驗中保持這個密度。

      (4) DNA質量偏低(降解或包含內毒素)——為實現高效率、低毒性的轉染,應使用高質量的DNA(高純度、無菌、無內毒素)。

      (5) 轉染試劑/DNA復合物包裝體系中包含血清——當包裝反應體系中存在血清時,轉染試劑/DNA復合物無法正常形成。 

      (6) 轉染體系中存在轉染抑制因素——當轉染體系中存在多聚陰離子聚合物時(例如:硫酸葡聚糖、肝素等)轉染將無法正常進行。因此應避免上述物質存在于細胞轉染體系中。 

      (7) 細胞狀態偏差——傳代次數太少或者太多都將導致細胞轉染效率的改變。因此,為了提高轉染效率以及轉染穩定性,應盡量使用適度傳代的細胞系,并盡量在平行實驗時保持細胞傳代次數的一致性。

      (8) 在細胞狀態較好時進行轉染實驗。

      (9) 嘗試線性化質粒后再轉染。

      (10) 嘗試使用無血清培養基。

      (11) 注意觀察試劑是否結冰,結冰后轉染效率會變差。

      Q3:試劑是否可以轉染RNA、siRNA?

      A3:T101不可以,T202可以,但是沒有推薦的體系。

      Q4:轉染試劑是否可以做穩轉?

      A4:沒有可以一步穩轉的試劑,穩轉推薦用慢病毒來進行,我們的T202可以應用于慢病毒制備的慢病毒包裝共轉染步驟。

      Q5:如何判斷轉染效率。

      A5:(1) 多做復孔,排除個人操作差異。

      (2) 同時轉染情況下,提取各個復孔細胞的總基因組,然后用qPCR方法定所轉染基因量,內參選擇參考該細胞內參。

      (3) 可以考慮在質粒中插入一個表達受啟動子修飾影響較小的GFP序列,通過熒光直接觀察質粒轉染效率。

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